Xem Nhiều 5/2022 # Qui Trình Nhân Giống Cây Phong Lan Phi Điệp # Top Trend

Xem 13,662

Cập nhật thông tin chi tiết về Qui Trình Nhân Giống Cây Phong Lan Phi Điệp mới nhất ngày 23/05/2022 trên website Inkndrinkmarkers.com. Hy vọng nội dung bài viết sẽ đáp ứng được nhu cầu của bạn, chúng tôi sẽ thường xuyên cập nhật mới nội dung để bạn nhận được thông tin nhanh chóng và chính xác nhất. Cho đến thời điểm hiện tại, bài viết này đã đạt được 13,662 lượt xem.

--- Bài mới hơn ---

  • Nghiên Cứu Kỹ Thuật Nhân Nhanh Chồi Invitro Loài Lan Kim Tuyến Anoectochilus
  • Kiếm Hiệp Kim Dung: Chân Dung Nhân Vật Đểu Nhất Võ Lâm
  • Những Bó Hoa Đẹp Nhất Để Tặng Sinh Nhật
  • Ở Đây Trồng Lan Rừng Thơm Lừng, Giò Nghinh Xuân Giá Hàng Triệu Đồng
  • Clip: Vườn Lan Rừng Tiền Tỷ, Giò Nghinh Xuân Đột Biến Giá 30 Triệu
  • PHÕNG GIÁO DỤC VÀ ĐÀO TẠO…

    TRƢỜNG THCS…

    BÁO CÁO NGHIÊN CỨU

    TÊN ĐỀ TÀI

    NGHIÊN CỨU XÂY DỰNG QUY TRÌNH

    NHÂN GIỐNG PHONG LAN PHI ĐIỆP TÍM

    BẰNG CÔNG NGHỆ IN VITRO

    Lĩnh vực: 19 – Khoa học thực vật

    NHÓM THỰC HIỆN:

    1. …….

    – Lớp 9D

    Nhóm trƣởng

    2. …….

    Thành viên

    NGƢỜI HƢỚNG DẪN:

    ….., tháng … năm ….

    i

    MỤC LỤC

    MỞ ĐẦU………………………………………………………………………………………………………. 3

    1. Lí do chọn đề tài…………………………………………………………………………………………..3

    2. Mục tiêu của đề tài………………………………………………………………………………………..3

    3. Ý nghĩa khoa học và ý nghĩa thực tiễn……………………………………………………………..4

    3.1. Ý nghĩa khoa học……………………………………………………………………………………….4

    3.2. Ý nghĩa thực tiễn………………………………………………………………………………………..4

    CHƢƠNG 1. TỔNG QUAN VẤN ĐỀ NGHIÊN CỨU……………………………………..5

    1.1. Đặc điểm phong lan Phi điệp tím (Dendrobium anosmum)………………………………5

    1.2. Công nghệ nuôi cấy mô và tế bào thực vật…………………………………………………….6

    1.2.1. Cơ sở khoa học của nuôi cấy mô – tế bào thực vật……………………………………….6

    1.2.2. Các giai đoạn nuôi cấy mô tế bào………………………………………………………………6

    1.2.3. Các điều kiện nuôi cấy in vitro………………………………………………………………….7

    1.2.4. Môi trường nuôi cấy in vitro……………………………………………………………………..7

    1.3. Các nghiên cứu nhân giống phong lan bằng công nghệ nuôi cấy mô tế bào………..9

    1.3.1. Trên thế giới……………………………………………………………………………………………9

    1.3.2. Trong nước…………………………………………………………………………………………… 10

    CHƢƠNG 2. NỘI DUNG VÀ PHƢƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU……………………11

    2.1. Nội dung nghiên cứu………………………………………………………………………………… 11

    2.2. Phương pháp nghiên cứu………………………………………………………………………….. 11

    2.2.1. Phương pháp bố trí thí nghiệm……………………………………………………………….. 11

    2.2.2. Nghiên cứu khử trùng mẫu……………………………………………………………………… 11

    2.2.3. Nghiên cứu môi trường tạo protocorm và phát sinh chồi in vitro………………….12

    2.2.4. Nghiên cứu môi trường để nhân nhanh chồi……………………………………………… 12

    2.2.5. Nghiên cứu môi trường thích hợp cho ra rễ………………………………………………. 13

    2.2.6. Nghiên cứu huấn luyện cây con giai đoạn ra ngôi:…………………………………….. 13

    CHƢƠNG 3. KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU………………………………………………………. 15

    3.1. Tạo mẫu sạch………………………………………………………………………………………….. 15

    3.2. Môi trường tạo protocorm và phát sinh chồi in vitro…………………………………….. 15

    3.2.1. Môi trường tạo protocorm……………………………………………………………………… 15

    3.2.2. Môi trường tạo chồi………………………………………………………………………………. 17

    3.3. Môi trường nhân nhanh chồi……………………………………………………………………… 18

    3.4. Môi trường ra rễ………………………………………………………………………………………. 20

    3.4. Ra ngôi…………………………………………………………………………………………………… 21

    3.4.1. Ảnh hưởng của chế độ huấn luyện cây đến tỷ lệ sống của cây lan con…………..21

    3.4.2. Ảnh hưởng của loại giá thể trồng lên tỷ lệ sống của cây lan con…………………..21

    3.4.3. Ảnh hưởng của chế độ che sáng đến sinh trưởng của cây lan con…………………22

    3.5. Quy trình nhân giống phong lan Phi điệp tím bằng công nghệ in vitro……………..23

    KẾT LUẬN VÀ KIẾN NGHỊ……………………………………………………………………….. 25

    1. Kết luận……………………………………………………………………………………………………. 25

    2. Kiến nghị………………………………………………………………………………………………….. 25

    TÀI LIỆU THAM KHẢO………………………………………………………………………………. 26

    1

    LỜI CẢM ƠN

    Nhóm nghiên cứu đề tài: “NGHIÊN CỨU XÂY DỰNG QUY TRÌNH NHÂN

    GIỐNG PHONG LAN PHI ĐIỆP TÍM BẰNG CÔNG NGHỆ IN VITRO”

    2

    MỞ ĐẦU

    1. Lí do chọn đề tài

    Phi điệp tím (Dendrobium anosmum) là loài lan có thân thòng, lá mọc hai hàng

    theo thân. Hoa biến thiên từ màu trắng đến tím đậm, lưỡi mở hình tim, phủ lông mịn

    như nhung, có ánh kim. Lan Phi điệp tím có hoa đẹp, độ bền bông cao, là một loài cây

    rất thích hợp để trồng trong nhà, dễ ra hoa. Loài lan rất được ưa chuộng trên thị

    trường, tuy nhiên số lượng loài này trong tự nhiên đang có nguy cơ sụt giảm nghiêm

    trọng do nạn khai thác quá mức.

    Phương pháp nhân giống lan Phi điệp tím hiện nay là nhân giống bằng hạt và

    nhân giống bằng cách tách chồi non mọc từ mắt ngủ .

    Từ đó, câu hỏi được đặt ra là có thể sử dụng công nghệ nuôi cấy mô tế bào để

    nhân giống loài lan Phi điệp tím không? Môi trường thích hợp cho nhân giống lan Phi

    điệp tím gồm những thành phần nào? Quy trình nhân giống lan Phi điệp tím bằng công

    nghệ nuôi cấy mô tế bào như thế nào?

    Để trả lời các câu hỏi trên, đề tài “Nghiên cứu xây dựng quy trình nhân giống

    phong lan Phi điệp tím bằng công nghệ in vitro” đã được đề xuất thực hiện. Kết quả

    nghiên cứu có thể góp phần tạo ra nguồn cây giống phong lan Phi điệp tím chất lượng

    tốt với số lượng nhiều, đáp ứng được nhu cầu ngày càng lớn của thị trường, góp phần

    giảm nguy cơ biến mất của loài lan này trong tự nhiên.

    2. Mục tiêu của đề tài

    Nghiên cứu xây dựng được quy trình nhân giống in vitro cho loài lan Phi điệp tím

    (Dendrobium anosmum).

    3

    3. Ý nghĩa khoa học và ý nghĩa thực tiễn

    3.1. Ý nghĩa khoa học

    Kết quả nghiên cứu của chuyên đề sẽ cung cấp các dẫn liệu khoa học về các điều

    kiện nuôi cấy mô và tế bào loài lan Phi điệp tím.

    3.2. Ý nghĩa thực tiễn

    Quy trình nuôi cấy mô và tế bào lan Phi điệp tím có thể được sử dụng để nhân

    giống loài lan này với số lượng lớn, nhanh chóng tạo ra nguồn cây giống chất lượng

    cung cấp cho xã hội, đem lại hiệu quả kinh tế cao cho người sản xuất. Đồng thời, góp

    phần tích cực vào công tác bào tồn loài lan quý này.

    4

    CHƢƠNG 1. TỔNG QUAN VẤN ĐỀ NGHIÊN CỨU

    1.1. Đặc điểm phong lan Phi điệp tím (Dendrobium anosmum)

    1.1.1. Nguồn gốc, phân bố lan Phi điệp tím

    Lan Phi điệp tím (Dendrobium anosmum) thuộc:

    Ngành: Angiospermatophyta

    Lớp: Liliopsida

    Lớp phụ: Liliidae

    Bộ: Orchhidales

    Họ: Orchidaceae

    Chi: Dendrobium

    Loài: Phi điệp tím (Dendrobium anosmum)

    Loài lan Phi điệp tím thường mọc ở các quốc gia thuộc vùng Đông Nam Á

    nhưng nay được con người trồng ở nhiều nơi trên thế giới .

    Hoa D. anosmum hầu hết đều lâu tàn trong 3-4 tuần lễ và rất thơm. Một cây nếu

    mạnh khỏe có thể ra tới 50-70 hoa.

    Hình 1.1. Lan Phi điệp tím

    Lan Phi điệp tím cần nhiều ánh sáng khoảng từ 4000-4500 ánh nến, nghĩa là trồng ở

    ngoài nắng với lưới che. Nhiệt độ từ 60°F (15.6°C) vào ban đêm và 95°F (35°C) vào ban

    ngày. Khi cây non mọc mạnh tưới thật nhiều nước và bón phân. Ẩm độ lý tưởng là 605

    70%. Vào mùa thu, khi cây ngừng tăng trưởng, ban đêm cần lạnh xuống dưới 60°F

    (15°C) thời gian này rất cần trong vòng 4-5 tuần lễ để cây ra nụ, cây bắt đầu rụng lá.

    1.2. Công nghệ nuôi cấy mô và tế bào thực vật

    1.2.1. Cơ sở khoa học của nuôi cấy mô – tế bào thực vật

    1.2.1.1. Tính toàn năng của tế bào

    Mỗi tế bào bất kì của một cơ thể sinh vật đa bào đều có khả năng tiềm tàng để

    phát triển thành một cá thể hoàn chỉnh. Mỗi tế bào riêng rẽ đã phân hóa đều mang toàn

    bộ lượng thông tin di truyền cần thiết và đủ của cả cơ thể sinh vật đó. Khi gặp điều

    kiện thích hợp, mỗi tế bào đều có thể phát triển thành một cá thể hoàn chỉnh. Đặc điểm

    này chính là tính toàn năng của tế bào . Tuy nhiên, khi tế bào

    đã phân hoá thành mô chức năng chúng không hoàn toàn mất khả năng phân chia của

    mình. Trong trường hợp cần thiết, điều kiện thích hợp, chúng lại có thể trở về dạng tế

    bào phôi sinh và lại phân chia mạnh mẽ. Quá trình đó gọi là sự phản phân hoá tế bào,

    ngược lại với sự phân hoá tế bào.

    Quá trình phát sinh hình thái trong nuôi cấy mô – tế bào thực vật thực chất là kết

    quả của quá trình phân hóa và phản phân hóa tế bào. Kĩ thuật nuôi cấy mô – tế bào xét

    cho đến cùng là kĩ thuật điều khiển sự phát sinh hình thái của tế bào thực vật (khi nuôi

    cấy tách rời trong điều kiện nhân tạo, vô trùng) một cách định hướng dựa và sự phân

    hóa và phản phân hóa của tế bào trên cơ sở tính toàn năng của tế bào thực vật.

    Để điều khiển sự phát sinh hình thái của mô nuôi cấy, người ta thường bổ sung

    vào trong môi trường nuôi cấy hai nhóm chất điều tiết sinh trưởng thực vật đó là auxin

    và cytokinin. Tỷ lệ hai nhóm chất này trong môi trường sẽ kéo theo sự phát sinh hình

    thái khác nhau của thực vật .

    2.2.2.1. Giai đoạn vào mẫu (giai đoạn nuôi cấy khởi động)

    6

    Là giai đoạn khử trùng và đưa mẫu vào nuôi cấy in vitro. Khi đã có nguồn nguyên

    liệu nuôi cấy, tiến hành lấy mẫu và xử lý mẫu cấy trong những điều kiện vô trùng. Khi lấy

    mẫu cần chọn loại mẫu cấy phù hợp: đúng loại mô, đúng giai đoạn phát triển: người ta

    thường lấy chồi đỉnh, chồi nách, phôi non để nuôi cấy in vitro. Ngoài ra cũng có thể sử

    dụng đoạn thân, mảnh lá, … để tiến hành nuôi cấy. Người ta thường sử dụng một số loại

    0

    hoá chất như: HgCl2 0,1 %, cồn 70 , H2O2, Ca(OCl)2… để khử trùng mẫu cấy. Mẫu sau

    khi được khử trùng được cấy vào môi trường nuôi cấy khởi động .

    2.2.2.4. Giai đoạn tạo cây hoàn chỉnh

    Đây là giai đoạn các chồi đã đạt kích thước nhất định và được chuyển từ môi trường

    ở công đoạn 3 sang môi trường nuôi cấy tạo rễ để hình thành cây hoàn chỉnh. Ở giai đoạn

    này môi trường cần giảm lượng cytokinin và tăng lượng auxin để rễ phát triển. Các chất

    NAA, IBA, IAA thường được sử dụng ở nồng độ 1 – 5 mg/l để tạo rễ cho hầu hết các loài

    cây trồng. Từ những chồi riêng lẻ này sẽ xuất hiện rễ và trở thành cây hoàn chỉnh .

    1.2.3.2. Ánh sáng và nhiệt độ

    Các mẫu nuôi cấy thường được đặt trong những phòng nuôi ổn định về ánh sáng

    và nhiệt độ. Tất cả các trường hợp nuôi cấy đều cần có ánh sáng trừ một số trường hợp

    nuôi cấy tạo mô sẹo, nhưng quá trình nhân giống của chúng cũng cần có ánh sáng.

    0

    Nhiệt độ của các phòng nuôi cây thường được duy trì từ 25-28 C nhờ các máy điều

    hoà nhiệt độ .

    Mặc dù có sự đa dạng về thành phần các chất nhưng môi trường nuôi cấy đều

    gồm các thành phần sau:

    – Thành phần vô cơ: Bao gồm các muối khoáng (đa lượng và vi lượng) được bổ

    sung vào môi trường nuôi cấy.

    + Muối khoáng đa lượng các nguyên tố cần phải cung cấp là nitơ, photpho, kali.

    + Muối khoáng vi lượng được sử dụng ở nồng độ < 30 ppm. Các nguyên tố vi

    lượng như Fe, Cu, Zn, Bo, Co, Iot… đóng vai trò quan trọng.

    – Thành phần hữu cơ:

    + Vitamin, aminoaxit, amit, myo-inositol: Các vitamin hay được sử dụng là các

    vitamin nhóm B (B1, B3, B6), ngoài ra môi trường nuôi cấy còn sử dụng một số

    vitamin khác như vitamin H, vitamin M, vitamin B 2, vitamin C, vitamin E… với các

    nồng độ khác nhau (Vitamin B1: 0,1- 5,0 mg/l; Vitamin B6: 0,1- 1,0 mg/l ; Vitamin H:

    0,01- 1,0 mg/l…). Myo-inositol có tác dụng thúc đẩy sinh trưởng và phát triển giống

    như các vitamin và trong nhiều trường hợp có vai trò như nguồn cacbon của môi

    trường nuôi cấy. Hàm lượng sử dụng là 100 mg/l môi trường.

    + Thành phần hữu cơ phức hợp: được dùng trong môi trường nuôi cấy để cung

    cấp thêm nitơ hữu cơ, aminoaxit, vitamin và các khoáng chất…Chúng được sử dụng

    khi môi trường khoáng xác định không đạt kết quả mong muốn về sinh trưởng và phát

    triển của mẫu nghiên cứu.

    – Các chất điều hoà sinh trưởng:

    Các chất điều hoà sinh trưởng là thành phần không thể thiếu được trong môi

    trường nuôi cấy, có vai trò quan trọng trong phát sinh hình thái thực vật in vitro. Hiệu

    quả tác động của chất điều hoà sinh trưởng phụ thuộc vào loại và nồng độ chất điều

    hoà sinh trưởng sử dụng trong nuôi cấy.

    + Nhóm Auxin: Được đưa vào môi trường nuôi cấy nhằm thúc đẩy sự sinh

    trưởng và giãn nở tế bào, tăng cường các quá trình sinh tổng hợp và trao đổi chất, kích

    thích sự hình thành rễ và tham gia cảm ứng phát sinh phôi vô tính. Các loại auxin

    thường sử dụng cho nuôi cấy: IAA (Indole acetic acid), IBA (Indole butyric acid),

    NAA (Naphthaleneacetic acid), 2.4 D (2.4 diclorophenolxy acetic acid)…

    + Nhóm Cytokinin: Kích thích sự phân chia tế bào, sự hình thành và sinh trưởng của

    chồi in vitro. Các cytokinin có biểu hiện ức chế sự tạo rễ và sinh trưởng của mô sẹo nhưng

    có ảnh hưởng dương tính rõ rệt đến sự phát sinh phôi vô tính của mẫu nuôi cấy. Các loại

    cytokinin thường dùng trong nuôi cấy mô là: Zeatin (6-.

    1.2.4.2. pH của môi trường

    pH của đa số các môi trường nuôi cấy được điều chỉnh trong phạm vi 5,5-6,0. pH

    dưới 5,5 làm agar khó chuyển sang trạng thái gel, còn pH lớn hơn 6,0 agar có thể rất cứng.

    1.3. Các nghiên cứu nhân giống phong lan bằng công nghệ nuôi cấy mô tế bào

    1.3.1. Trên thế giới

    Năm 1931, White và Gautheret đã tìm ra môi trường nuôi cấy Phong lan. Trên

    môi trường của White và Gautheret hạt lan có thể nảy mầm không cần sự có mặt của

    nấm Rhiroctonia. Từ đó, khá nhiều công trình nhân giống phong lan bằng công nghệ

    nuôi cấy mô tế bào đã được thực hiện, trong đó có các loài phong lan thuộc chi Hoàng

    thảo (Dendrobium).

    Năm 1997, Nayka và cộng sự đã đánh giá ảnh hưởng trong nhân nhanh chồi khi

    kết hợp cytokinin và auxin trên hai đối tượng Dendrobium aphyllum và Dendrobium

    moschatum, đã cho kết quả tần số tái sinh chồi đạt tối ưu ở nồng độ 44µM BA (9,91

    mg/l BA) . Tuhuteru và cộng sự (2012) đã tiến hành đánh giá về sự sinh trưởng và

    9

    phát triển của loài lan Dendrobium anosmum trong nuôi cấy in vitro với môi trường có

    bổ sung thêm nước dừa đã cho kết quả số lượng chồi và chiều cao chồi đạt hiệu quả

    cao nhất trong môi trường có bổ sung 100 ml/l nước dừa . Trần

    Quang Hoàng (2005) đã tiến hành nghiên nuôi cấy in vitro của hai giống lan

    endrobium và Cymbidium”. Vũ Thanh Sắc và cs (2012) đã nghiên

    cứu nhân giống in vitro Dendrobium anosmum đã tìm ra môi trường nhân nhanh chồi

    thích hợp nhất là: 1/2MS + đường sucrose (20g/l) + agar (10g/l) + chuối xanh nghiền

    (120g/l) + nước dừa (10%) + kinetin (1,5mg/l) + than hoạt tính (1g/l) trong môi trường

    có pH=5,8 .

    10

    CHƢƠNG 2. NỘI DUNG VÀ PHƢƠNG PHÁP NGHIÊN CỨU

    2.1. Nội dung nghiên cứu

    – Nghiên cứu khử trùng mẫu

    – Nghiên cứu môi trường tạo protocorm và phát sinh chồi in vitro

    – Nghiên cứu môi trường thích hợp để nhân nhanh chồi

    – Nghiên cứu môi trường thích hợp cho ra rễ.

    – Nghiên cứu phương pháp huấn luyện cây phù hợp.

    2.2. Phƣơng pháp nghiên cứu

    2.2.1. Phương pháp bố trí thí nghiệm

    – Các nhân tố chỉ tiêu nghiên cứu: phải chia thành các công thức khác nhau.

    – Các nhân tố không phải chỉ tiêu nghiên cứu: Phải bảo đảm tính đồng nhất giữa

    các công thức thí nghiệm.

    – Số mẫu của mỗi công thức thí nghiệm phải đủ lớn (≥ 30).

    – Phải tuân thủ nguyên tắc lặp lại (số lần lặp lại ≥ 3).

    2.2.2. Nghiên cứu tạo mẫu sạch

    – Vật liệu vào mẫu: Đối tượng Lan Phi điệp tím: quả chín sinh lí (Quả lan bắt đầu

    chuyển từ màu xanh sang xanh hơi vàng, bóp quả thấy cứng).

    Mẫu trước tiên được rửa qua vòi nước chảy, sau đó được khử trùng thô (ở ngoài

    box) bằng dung dịch xà phòng loãng. Rửa sạch lại bằng nước và cuối cùng mẫu được

    tráng lại bằng nước cất 3 – 4 lần. Tiếp đó, mẫu được đưa vào trong box cấy và khử

    trùng theo các công thức nghiên cứu sau:

    Công thức

    KT1

    KT2

    KT3

    KT4

    Hóa chất, nồng độ

    NaOCl 2,5%

    NaOCl 2,5%

    NaOCl 2,5%

    NaOCl 2,5%

    Quả được khử trùng theo các công thức thí nghiệm sau đó được tách ra thu lấy

    phôi hạt, phôi hạt lấy ra được cấy vào môi trường nuôi cấy khởi đầu.

    – Chỉ tiêu đánh giá: Tỷ lệ mẫu nhiễm, tỷ lệ mẫu sống, tỷ lệ mẫu chết, tỷ lệ mẫu tái sinh.

    Tỷ lệ mẫu nhiễm (%) =

    Σ số mẫu nhiễm

    x 100

    Σ số mẫu cấy vào

    Σ số mẫu sạch sống

    Tỷ lệ mẫu sạch sống (%) =

    Tỷ lệ mẫu sạch chết (%) =

    Σ số mẫu cấy vào

    Σ số mẫu sạch chết

    Σ số mẫu cấy vào

    11

    x 100

    x 100

    Σ Số mẫu sạch tái sinh

    Tỷ lệ mẫu sạch tái sinh (%) =

    Σ số mẫu ban đầu

    x 100

    2.2.3. Nghiên cứu môi trường tạo protocorm và phát sinh chồi in vitro

    Vật liệu được tạo ra ở thí nghiệm trên được sử dụng để nghiên cứu khả năng phát

    sinh thể chồi và chồi theo các công thức thí nghiệm sau:

    Thí nghiệm tạo protocorm và phát sinh chồi in vitro được bố trí trên các môi

    trường cơ bản: Knudson cải tiến (K*) có bổ sung chất điều hòa sinh trưởng theo các

    công thức sau:

    Công thức

    TC0

    TC1

    TC2

    TC3

    TC4

    TC5

    TC6

    Môi trƣờng

    K*

    K* + 0,1 mg/l NAA + 0,1 mg/l BAP

    K* + 0,1 mg/l NAA + 0,3 mg/l BAP

    K* + 0,1 mg/l NAA + 0,5 mg/l BAP

    K* + 0,1 mg/l NAA + 0,1 mg/l Ki

    K* + 0,1 mg/l NAA + 0,3 mg/l Ki

    K* + 0,1 mg/l NAA + 0,5 mg/l Ki

    Các công thức môi trường đều được bổ sung thêm 100ml/l ND + 100g/l KT +

    30g/l sucrose + 7g/l agar.

    – Chỉ tiêu đánh giá: tỷ lệ tạo protocorm, đặc điểm protocorm, tỷ lệ tái sinh chồi,

    đặc điểm chồi tái sinh.

    Tỷ lệ tạo protocorm (%) =

    Tỷ lệ tái sinh chồi (%) =

    Số mẫu tạo protocorm

    Tổng số mẫu ban đầu

    Số mẫu tái sinh chồi

    Tổng số mẫu ban đầu

    2.2.4. Nghiên cứu môi trường để nhân nhanh chồi

    – Vật liệu sử dụng: chồi in vitro

    – Công thức thí nghiệm: Chồi được tạo ra ở thí nghiệm trên được cấy sang môi

    trường mới nhằm nhân tạo số lượng lớn chồi để cung cấp cho giai đoạn ra rễ tạo cây

    hoàn chỉnh. Thí nghiệm được bố trí trên môi trường cơ bản: K* có bổ sung chất điều

    hòa sinh trưởng theo các công thức sau:

    Công thức

    NN0

    NN1

    NN2

    NN3

    NN4

    NN5

    NN6

    Môi trƣờng

    K*

    K* + 0,2 mg/l NAA + 0,1 mg/l BAP

    K* + 0,2 mg/l NAA + 0,3 mg/l BAP

    K* + 0,2 mg/l NAA + 0,5 mg/l BAP

    K* + 0,2 mg/l NAA + 0,1 mg/l Ki

    K* + 0,2 mg/l NAA + 0,3 mg/l Ki

    K* + 0,2 mg/l NAA + 0,5 mg/l Ki

    12

    Các công thức môi trường đều được bổ sung thêm 100ml/l ND + 100g/l KT +

    30g/l sucrose + 7g/l agar.

    Hệ số nhân nhanh chồi (lần) =

    – Chỉ tiêu đánh giá: hệ số nhân nhanh chồi, đặc điểm của chồi.

    Tổng số chồi

    Số chồi cấy ban đầu

    2.2.5. Nghiên cứu môi trường thích hợp cho ra rễ

    – Vật liệu nghiên cứu: chồi in vitro cao 2 – 3 cm, có từ 2 – 3 lá được tạo thành từ

    giai đoạn trên.

    – Công thức thí nghiệm: Thí nghiệm Nghiên cứu môi trường thích hợp cho ra rễ

    được bổ sung chất điều hòa sinh trưởng theo các công thức thí nghiệm sau:

    Công thức

    R0

    R1

    R2

    R3

    R4

    R5

    R6

    Các công thức môi trường đều được bổ sung thêm 100ml/l ND + 100g/l KT +

    30g/l sucrose + 7g/l agar.

    – Chỉ tiêu đánh giá: tỷ lệ mẫu ra rễ, số rễ/cây.

    Tỷ lệ mẫu ra rễ (%)

    Số mẫu ra rễ

    x 100

    = Tổng số mẫu ban đầu

    2.2.6. Nghiên cứu huấn luyện cây con giai đoạn ra ngôi:

    * Ảnh hưởng của chế độ huấn luyện cây trong ống nghiệm

    – Vật liệu nghiên cứu: bình cây đã hoàn thành giai đoạn ra rễ

    – Công thức thí nghiệm: Thí nghiệm được bố trí trên các công thức:

    H1: bình cây để nguyên không mở nắp đặt ở nhà lưới 2 tuần.

    H2: bình cây để nguyên không mở nắp đặt nhà lưới 1 tuần, tuần 2 mở nắp bình

    H3: bình cây mở nắp đặt ở trong nhà lưới 1 tuần,

    H4: chuyển cây ra nhà lưới, phun ẩm 5 lần/ngày trong nhà lưới 7 ngày.

    – Chỉ tiêu đánh giá: Tỷ lệ cây sống (%)

    * Ảnh hưởng của loại giá thể trồng đến tỷ lệ sống của cây lan con

    Nghiên cứu ảnh hưởng của giá thể trồng cây (dớn, xơ dừa, than củi) đến tỷ lệ

    sống và sinh trưởng của lan Phi điệp tím con mô sau khi trồng ngoài nhà lưới.

    – Cây con mô được bố trí thí nghiệm trên các công thức như sau:

    G1: 100 % Dớn cọng

    13

    G2: 100% Rêu

    G3: 50% Dớn cọng + 50% Rêu

    Giá thể sử dụng ở các công thức được xử lí sơ bộ với thuốc diệt nấm theo nồng độ

    thích hợp (1/2 nồng độ ghi trên bao bì). Vớt lên, để ráo nước rồi mới đem trồng.

    – Chỉ tiêu đánh giá : Tỷ lệ cây sống, số rễ, chiều dài rễ, số lá, chiều dài lá.

    * Ảnh hưởng của chế độ che sáng đến sự sinh trưởng của cây lan con

    Thí nghiệm đánh giá ảnh hưởng của chế độ che sáng (25%, 50%) so với ánh sáng

    tự nhiên lên cây lan con đến sự sinh trưởng của cây lan mô con sau khi trồng ngoài nhà

    lưới. Thí nghiệm được bố trí trên các công thức:

    CT1: Che 25% ánh sáng tự nhiên (che bằng lưới đen một lớp phía trên và 2 bên)

    CT2: Che 50% ánh sáng tự nhiên (che bằng lưới đen một lớp bên trên và 4 xung quanh).

    – Chỉ tiêu thu thập: Tỷ lệ cây con sống, kích thước lá, chiều dài rễ (động thái ra

    lá, động thái ra rễ)

    + Động thái ra lá = Số lá mới hình thành – Số lá ban đầu

    + Động thái ra rễ = Số rễ mới hình thành – Số rễ ban đầu

    – Thời điểm thu thập: sau 1, 2, 3 tháng tuổi.

    Số cây sống

    Tỷ lệ cây sống (%) =

    ban đầu

    Tổng số cây trồng

    x 100

    Tổng số rễ

    Số rễ/mẫu (rễ) = Số mẫu ban đầu

    Tổng số lá

    Số lá/mẫu (lá) = Số mẫu ban đầu

    Tổng chiều dài lá (rễ)

    Chiều dài lá (rễ) =

    Tổng số lá (rễ) ban đầu

    14

    CHƢƠNG 3. KẾT QUẢ NGHIÊN CỨU

    3.1. Tạo mẫu sạch

    Trong đề tài, để tạo mẫu sạch chúng tôi tiến hành khử trùng với Natri hypochlorit

    (NaOCl) nồng độ 2,5%. Quả lan sau khi được khử trùng sẽ được cắt bỏ 2 đầu và tiến

    hành tách lớp vỏ theo chiều dọc. Phôi hạt được lấy ra và cấy vào các bình môi trường

    nuôi cấy. Kết quả khử trùng mẫu sau 4 tuần nuôi cấy được thể hiện trong Bảng 3.1.

    Bảng 3.1. Kết quả khử trùng mẫu trên các công thức sau 4 tuần nuôi cấy

    Công thức

    Tỷ lệ mẫu Tỷ lệ mẫu sạch Tỷ lệ mẫu sạch tái Tỷ lệ mẫu sạch

    nhiễm (%)

    sống (%)

    sinh (%)

    chết (%)

    KT1

    KT2

    KT3

    KT4

    a

    B

    c

    d

    Hình 3.1. Hình thái mẫu sau khử

    trùng

    a. Mẫu nhiễm, b. mẫu sạch sồng, c. mẫu sạch tái sinh, d. mẫu sạch chết.

    Kết quả nghiên cứu cho thấy tỷ lệ mẫu nhiễm giảm dần khi thời gian khử trùng

    tăng. Khi khử trùng trong thời gian 10 phút với NaClO 2,5%, tỷ lệ mẫu bị nhiễm lên

    tới 88,89%. Trong khi đó, tỷ lệ mẫu bị nhiễm giảm rõ rệt khi khử trùng với thời gian

    20 phút, chỉ còn 3,33% mẫu bị nhiễm. Tỷ lệ này giảm xuống còn chỉ 1,11% khi thời

    gian khử trùng là 25 phút. Tuy nhiên, khi khử trùng với thời gian 25 phút, tỷ lệ mẫu

    chết tăng lên tới 43,33% trong khi tỷ lệ mẫu tái sinh chỉ đạt mức 24,44%. Tỷ lệ mẫu tái

    sinh đạt cao nhất ở công thức thí nghiệm với thời gian khử trùng 20 phút, bằng

    95,56%. Như vậy, thời gian khử trùng tốt nhất sử dụng NaClO 2,5% đối với mẫu phi

    điệp tím là 20 phút.

    3.2. Môi trƣờng tạo protocorm và phát sinh chồi in vitro

    3.2.1. Môi trường tạo protocorm

    Trong nuôi cấy in vitro của cây lan và một số loài cây một lá mầm (chuối, dứa,

    hoa loa kèn,…) có một giai đoạn đặc trưng gọi là giai đoạn protocorm (hay giai đoạn

    giẻ hành). Do vậy, việc tìm ra môi trường tạo protocorm là việc cần làm tiếp ngay sau

    15

    giai đoạn khử trùng vào mẫu, tạo mẫu sạch; để cung cấp vật liệu cho quá trình tái sinh

    chồi. Trong khi đó, hạt lan không có nội nhũ vì vậy tỷ lệ tái sinh của hạt lan trong tự nhiên

    rất thấp [14]. Các chất kích thích sinh trưởng thuộc nhóm cytokinin và auxin có ảnh

    hưởng tích cực đến khả năng tái sinh in vitro của hạt lan. Dựa trên kết quả nghiên cứu

    nhân giống in vitro trên một vài đối tượng thuộc chi Dendrobium, chúng tôi đã tiến hành

    khảo sát khả năng tạo protocorm của hạt lan trên môi trường Knudson cải tiến (K*) có bổ

    sung NAA, BAP và Kinetin ở các nồng độ khác nhau. Kết quả được trình bày ở Bảng 3.2.

    Bảng 3.2. Tạo protocorm trên các môi trường sau 8 tuần nuôi cấy

    Công thức

    Tỷ lệ tạo protocorm (%) Đặc điểm

    TC0

    50

    +

    TC1

    100

    ++

    TC2

    100

    +++

    TC3

    100

    +

    TC4

    100

    ++

    TC5

    100

    ++

    TC6

    100

    +

    Ghi chú: +++: protocorm màu xanh đậm; ++: protocorm màu xanh

    nhạt; +: protocorm màu vàng/nâu

    Trên các môi trường sau 8 tuần nuôi cấy, protocorm đều được tạo ra ở các môi

    trường nuôi cấy. Công thức TC0 có tỷ lệ tạo protocorm chỉ đạt 50% trong khi các công

    thức còn lại (từ TC1 đến TC6) có tỷ lệ tạo protocorm đều đạt 100%; Do môi trường

    trong công thức TC0 chỉ có khoáng cơ bản, không bổ sung chất điều hòa sinh trưởng có tác dụng kích thích hình thành thể chồi do vậy protocorm có được tạo ra nhưng tỷ lệ

    đạt được sau 8 tuần nuôi cấy thấp.

    Hình thái protocorm tạo ra lại có sự khác biệt nhau khi quan sát trên các môi trường.

    Hình thái protocorm phát sinh trên đối tượng này ở công thức TC2 có màu xanh đậm đặc

    trưng – đây là loại protocorm thích hợp nhất cho phát sinh chồi. Trong khi ở các công thức

    còn lại: protocorm tạo ra đều có màu xanh nhạt (TC1, TC4), thậm chí là màu vàng/nâu ở

    công thức (TC3, TC6). Protocorm có hình thái như vậy không thuận lợi cho tái sinh. Có

    thể là do hàm lượng BAP/Kinetin bổ sung vào môi trường nuôi cấy

    ở mức quá thấp (0,1 mg/l) do vậy dẫn đến tình trạng chưa đủ tác dụng kích thích/hoặc

    quá cao gây hiện tượng ức chế (0,5 mg/l) quá trình tạo protocorm của Phi điệp tím.

    Đồng thời qua kết quả khảo sát ở trên, bước đầu cũng thấy rằng: trong hai loại

    Cytokinin sử dụng: BAP và Kinetin thì BAP là thích hợp cho tạo protocorm trên Phi

    điệp tím, hình thái protocorm tạo ra thuận lợi cho tái sinh hơn.

    Như vậy, đối với đối tượng Phi điệp tím là môi trường có bổ sung 0,1 mg/l NAA

    và 0,3 mg/l BAP là thích hợp cho quá trình tạo protocorm trong quá trình nuôi cấy.

    16

    TC1

    TC2

    TC3

    Hình 3.2. Hình thái protocorm trên một số môi trường

    Các protocorm xanh đậm sẽ hình thành từng cụm trên bề mặt và trong môi

    trường. Các protocorm này sẽ được sử dụng để làm nguyên liệu cho quá trình phát

    sinh chồi – cung cấp vật liệu cho các giai đoạn nuôi cấy tiếp theo.

    3.2.2. Môi trường tạo chồi

    Bảng 3.3. Tạo chồi trên các môi trường sau 8 tuần nuôi cấy

    Công thức

    Tỷ lệ tạo chồi (%)

    Đặc điểm

    TC6

    93,33

    ++

    Ghi chú: +++: chồi màu xanh đậm, cân đối; ++: chồi màu xanh

    nhạt, cân đối ; +: chồi màu vàng, một số phát sinh mô sẹo

    Để thu được cây in vitro hoàn chỉnh đồng thời cung cấp nguyên liệu cho quá

    trình nhân nhanh chồi thì từ các protocorm thu được ở bước 1 cần kích thích chúng

    phát sinh hình thái mà cụ thể là theo hướng phát sinh chồi. Trong nghiên cứu này để

    tạo chồi, chúng tôi lại tiếp tục nghiên cứu cho 7 loại môi trường trên. Các protocorm

    thu được ở thí nghiệm trên được chọn và cấy vào mỗi bình 03 cụm protocorm, mỗi

    cụm có đường kính 5mm.

    Môi trường tạo chồi không những cần cho tỷ lệ phát sinh chồi cao mà đồng thời

    chồi tạo ra cũng phải đảm bảo chất lượng (chồi xanh, cân đối) để thuận lợi cho sự phát

    triển của cây ở giai đoạn tiếp theo. Kết quả thử nghiệm tạo chồi từ protocorm trên các

    công thức môi trường sau 8 tuần nuôi cấy được thể hiện trong bảng 3.3.

    Qua bảng số liệu, ta thấy có sự khác biệt về tỷ lệ tạo chồi ở các nghiệm thức. Ở 3

    công thức TC1, TC2, TC3: BAP được bổ sung ở mức 0,1 – 0,5 mg/l cho tỷ lệ tạo chồi

    khá cao: thấp nhất là 63,33% – ở TC1 (BAP 0,1 mg/l), nhưng khi tăng lượng BAP lên

    mức 0,3; 0,5 mg/l thì tất cả các mẫu đều tạo chồi. Điều đó chứng tỏ BAP thích hợp để

    17

    kích thích tạo chồi, đặc biệt ở hàm lượng 0,3 ; 0,5 mg/l môi trường. Ở 3 công thức tiếp

    (TC4 -T C6): Kinetin cũng được bổ sung vào môi trường ở các mức từ 0,1 – 0,5 mg/l

    môi trường. Ở các công thức này: lượng Kinetin thích hợp nhất cho sự phát sinh chồi

    là 0,3 mg/l – tỷ lệ tạo chồi đạt 96,67%; nhưng nếu tăng hàm lượng Kinetin bổ sung vào

    môi trường lên mức 0,5 mg/l thì tỷ lệ này lại giảm xuống chỉ còn 93,33%.

    TC1

    TC2

    TC3

    TC4

    TC5

    TC6

    Hình 3.3. Kết quả tạo chồi trên một số môi trường

    Hình thái chồi tạo ra trên các môi trường cũng có sự khác biệt: trong khi ở các

    công thức TC2, TC3, TC5, TC6 chồi tạo ra có hình thái bình thường, cân đối có màu

    xanh đậm/ xanh nhạt thuận lợi cho tái sinh chồi thì ở một số công thức như TC1, TC4

    chồi tạo ra có màu vàng hơn nữa một số còn phát sinh mô sẹo. Những dạng chồi có

    kèm mô sẹo này rất khó tái sinh tiếp khi thực hiện quá trình nhân nhanh hoặc có nhân

    nhanh nhưng cây tạo ra không cân đối. Do vậy, một trong những yêu cầu hình thái đối

    với chồi tạo ra sau quá trình nhân nhanh là phải xanh, cân đối, không phát sinh thêm

    mô sẹo. Từ những kết quả trên nhận thấy môi trường tạo chồi thích hợp nhất cho Phi

    Điệp tím là môi trường có bổ sung 0,1 mg/l NAA + 0,3 mg/l BAP. Trên môi trường

    này vừa cho tỷ lệ phát sinh chồi cao, vừa cho hình thái chồi tạo ra thuận lợi.

    3.3. Môi trƣờng nhân nhanh chồi

    Nhân giống cây trồng in vitro có ưu điểm hơn hẳn các phương pháp nhân giống

    khác đó là cho hệ số nhân giống cao và cây con tạo ra sạch bệnh. Do vậy, giai đoạn

    nhân nhanh được coi là giai đoạn then chốt của quá trình nhân giống nhằm tìm ra môi

    trường cho hệ số nhân là cao nhất, chồi nhân tạo ra mập, khỏe.

    Với thí nghiệm nhân nhanh chồi, chúng tôi đã tiến hành nghiên cứu trên 7 công

    thức môi trường. Cụm chồi gồm từ 3 – 5 chồi đẹp, cân đối được cấy chuyển sang môi

    trường nhân nhanh chồi, 4 cụm chồi/bình.

    18

    Kết quả thu được từ Hình 3.4. cho thấy: Hệ số nhân thu được trên các môi trường

    khác nhau là khác nhau và đều cao hơn so với đối chứng. Trên các công thức môi

    trường có bổ sung BAP: Hệ số nhân chồi thu được trên môi trường có bổ sung 0,2

    mg/l NAA và 0,3 mg/l BAP là cao nhất – 3,57 lần; hệ số này giảm dần theo các môi

    trường: NN3 (2,35 lần), NN1 (2,07 lần). Trong khi trên các môi trường có bổ sung

    Kinetin thì hệ số nhân thu được cao nhất cũng chỉ là 3,07 lần và giảm dần ở các công

    thức NN6 (2,3 lần), NN4 (1,9 lần).

    Tuy nhiên để quá trình nhân nhanh đạt được hiệu quả thì những chồi tạo ra này

    còn phải đảm bảo sinh trưởng tốt trong môi trường nuôi cấy, do vậy để tìm ra môi

    trường nhân nhanh chồi chúng tôi còn đánh giá căn cứ cả trên hai chỉ tiêu là chiều

    cao/chồi và số lá/chồi.

    Khi đánh giá về chỉ tiêu chiều cao/chồi thì nhận thấy rằng chiều cao/chồi ở công

    thức NN3 là cao hơn cả (0,74 cm), xấp xỉ là công thức NN2, NN6 (0,64 cm), trong khi

    ở NN1 thì giá trị này chỉ còn 0,55 cm và N6 – 0,56 cm. Sở dĩ như vậy có thể là do

    trong NN3, NN6: hàm lượng BAP/ Kinetin được bổ sung cao nhất nên tác dụng kích

    thích theo hướng kéo dài chồi được phát huy là lớn nhất, hiệu lực kéo dài chồi cũng

    giảm lần lượt theo sự giảm của hàm lượng BAP/ Kinetin bổ sung vào môi trường.

    4.00

    Hệ số nhân (lần)

    Chiều cao chồi/chồi (cm)

    Số lá/chồi (lá)

    Công thức

    NN1

    NN2

    NN3

    NN4

    NN5

    NN6

    Biểu đồ 3.4. Kết quả nhân chồi trên các môi trường

    NN1

    NN2

    NN3

    Hình 3.5. Kết quả nhân chồi trên một số môi

    trường

    Về chỉ tiêu số lá/chồi: khi xét đến chỉ tiêu này thì chúng tôi thấy công thức ưu trội

    hơn lại là NN2 (giống với khi xét cho hệ số nhân) với 3,05 lá; trong khi NN3, NN4 lại có

    19

    số lá là thấp hơn, kế đến là NN1 và NN6. Như vậy khi hàm lượng BAP/ Kinetin bổ

    sung vào môi trường cao thì ưu tiên phát triển kéo dài chồi chứ số lá/chồi không cao.

    Từ kết quả trên chúng tôi thấy rằng môi trường thích hợp nhất cho nhân nhanh

    chồi lan Phi điệp tím là môi trường có bổ sung 0,2 mg/l NAA + 0,3mg/l BAP. Trên

    môi trường này, hệ số nhân chồi là cao nhất, chồi tạo ra có sinh trưởng về chiều cao số

    lá khá tốt.

    3.4. Môi trƣờng ra rễ

    Kích thích tạo rễ là khâu cuối cùng của giai đoạn nghiên cứu trong phòng thí

    nghiệm. Các chất kích thích sinh trưởng thuộc nhóm auxin đóng vai trò quan trọng

    trong sự phân chia tế bào và hình thành rễ.

    Chồi cây được tạo ra từ bước nhân, sau đó tiến hành chọn những chồi đạt từ 2 – 3

    lá có chiều cao 2 – 3cm đem cấy sang môi trường có bổ sung auxin để tìm ra môi

    trường ra rễ thích hợp nhất.

    Trong thí nghiệm này chúng tôi sử dụng hai loại auxin chính là NAA , IAA để bổ

    sung vào môi trường nuôi cấy. Mỗi loại Auxin này chúng tôi thử nghiệm ở 3 mức hàm

    lượng 0,1; 0,2 và 0,3 mg/l. Sau 8 tuần nuôi cấy thu được kết quả như sau:

    Bảng 3.4 Ra rễ trên các môi trường sau 8 tuần nuôi cấy

    Công thức

    R0

    R1

    R2

    R3

    R4

    R5

    R6

    Hình 3.6. Kết quả ra rễ trên một số môi trường

    – Số liệu thu được từ bảng 3.4. cho thấy: Hiệu quả ra rễ của NAA hơn hẳn so với

    IAA thể hiện ở tỷ lệ ra rễ cao hơn, số rễ/ chồi và chiều dài rễ/chồi vượt trội hơn.

    20

    Trong các công thức thí nghiệm trên, công thức môi trường R2 có bổ sung NAA

    ở hàm lượng 0,2 mg/l là cho kết quả tốt nhất. Trên môi trường này: Phi điệp tím cho tỷ

    lệ ra rễ đạt 95,56%, số rễ/ chồi là 4,04 rễ, chiều dài rễ đạt 2,09 cm. Như vậy, đây là

    công thức thích hợp nhất sử dụng cho ra rễ, cây mọc trên môi trường này sinh trưởng

    tốt hơn, thuận lợi cho giai đoạn vườn ươm.

    3.4. Ra ngôi

    Ra ngôi là bước đầu tiên khi đưa cây từ trong ống nghiệm ra ngoài môi trường.

    Khi ở trong phòng thí nghiệm, các yếu tố như ánh sáng, độ ẩm, nhiệt độ luôn được

    đảm bảo cho cây con sinh trưởng tối ưu, đặc biệt không có bệnh tật gì gây hại cho cây

    con. Nhưng khi đưa ra ngoài môi trường tự nhiên thì các nhân tố đó không thể ổn định

    mà luôn có sự thay đổi, ảnh hưởng đến tỷ lệ sống và khả năng sinh trưởng, phát triển

    của cây. Vì vậy huấn luyện cây con có thể thích ứng được với môi trường sống ngoài

    tự nhiên, trước mắt là thích nghi được với môi trường nhà lưới là rất cần thiết.

    3.4.1. Ảnh hưởng của chế độ huấn luyện cây đến tỷ lệ sống của cây lan con

    Bảng 3.5. Ảnh hưởng của chế độ huấn luyện cây đến tỷ lệ sống

    Chế độ huấn luyện H2 là phù hợp cho lan Phi điệp tím. Công thức huấn luyện

    này cho tỷ lệ cây sống 88,89%. Do vậy đây là công thức huấn luyện được khuyến cáo

    đối với với cây lan Phi điệp tím mô trước khi đem trồng ngoài vườn.

    Cây sau khi huấn luyện, đạt tiêu chuẩn ra cây sẽ được rửa sạch thạch, xử lí thuốc

    diệt nấm rồi trồng lên giá thể. Tiêu chuẩn của cây lan Phi điệp tím mô để đưa từ ống

    nghiệm ra trồng như sau: Chiều cao cây: 3 cm; số lá: 3 -4 lá; số rễ: 3 – 4 rễ; chiều dài

    rễ: 2,0 – 2,5 cm, rễ mập khỏe.

    3.4.2. Ảnh hưởng của loại giá thể trồng lên tỷ lệ sống của cây lan con

    Giá thể đóng vai trò là điểm tựa, đồng thời cũng là nơi cung cấp nước và một phần

    chất dinh dưỡng cho cây. Hiện nay có rất nhiều loại giá thể được sử dụng để trồng lan như

    rễ dương xỉ, xơ dừa, dớn cọng, dớn trắng, rễ bèo tây, than củi, gạch ngói, thân cây… Một

    số loại phong lan không cần đến giá thể, có thể treo lơ lửng hoặc để trong chậu không mà

    vẫn sinh trưởng phát triển tốt nếu được cung cấp đầy đủ nước và chất dinh dưỡng. Tuy

    nhiên dùng giá thể trồng lan vẫn là tối ưu nhất vì tiết kiệm được thời gian chăm sóc và giữ

    cho cây luôn sinh trưởng phát triển ổn định, nhất là với lan còn nhỏ.

    21

    Giá thể khác nhau thì khả năng giữ ẩm và tạo độ thông thoáng cũng khác nhau, vì

    thế mà tỷ lệ sống và tốc độ sinh trưởng của cây lan con không giống nhau.

    Bảng 3.6. Ảnh hưởng của giá thể trồng đến tỷ lệ sống của cây lan con

    Công thức

    Tỷ lệ sống (%)

    G1

    50,00

    G2

    61,11

    G3

    76,67

    Cả 3 loại giá thể đều cho tỷ lệ cây sống khá cao thể hiện ở giá trị đều từ 50% trở lên.

    Trong đó công thức giá thể G3 (50% rêu + 50% dớn cọng) là phù hợp hơn cả, tỷ lệ cây

    sống thu được trên môi trường này là cao nhất – 76,67% trong khi tỷ lệ này ở công thức

    100% rêu hay 100% dớn chỉ là 50,00% và 61,11%. Sở dĩ như vậy vì cây con Phi điệp tím

    trồng trên công thức G 3 vừa được cung cấp độ ẩm phù hợp lại vừa thông thoáng; do vậy

    tránh được hiện tượng thối nhũn rất thường gặp trong giai đoạn đầu hậu cấy mô. Còn ở

    công thức G2, do giá thể sử dụng 100% là dớn nên không đáp ứng đủ nước, độ ẩm cho

    Phi điệp tím vì vậy thân lá bị khô, héo thậm chí dẫn đến chết cây. Nhưng nếu sử dụng

    100% rêu cho Phi điệp tím thì cây con cũng có thể bị chết do thừa nước và các bệnh liên

    quan đến thối, nhũn. Như vậy, trong khoảng 2 tháng đầu sau khi đưa cây ra nhà lưới thì

    công thức giá thể phù hợp để trồng lan Phi điệp tím là 50% rêu + 50% dớn cọng.

    3.4. 3. Ảnh hưởng của chế độ che sáng đến sinh trưởng của cây lan con

    Bảng 3.7. Ảnh hưởng của chế độ che sáng tới sự sinh trưởng của lan con

    Chỉ tiêu theo

    Che 50% ánh sáng tự nhiên

    Che 25% ánh sáng tự nhiên

    Sau 1

    Sau 2

    Sau 3

    Sau 1

    Sau 2

    Sau 3

    dõi

    tháng

    tháng

    tháng

    tháng

    tháng

    tháng

    Số lá mới hình

    0

    0,07

    0,20

    0

    0,09

    0,62

    thành TB/cây

    Chiều dài lá TB

    3,43

    4,40

    4,50

    0,35

    4,20

    4,43

    (cm)

    Xanh

    Lá vươn dài, mỏng, Xanh

    Lá dầy, chiều

    Hình thái lá

    đậm

    chiều ngang hẹp

    nhạt

    ngang rộng

    Số rễ mới hình

    0

    0,08

    0,33

    0

    0,09

    0,66

    thành TB/cây

    Chiều dài rễ TB

    2,20

    2,50

    3,02

    0,15

    2,57

    3,53

    Rễ

    Hình thái rễ

    Rễ mập

    Rễ mảnh

    Rễ mập

    mảnh

    Thời gian TB rễ

    5 -7 ngày

    8 – 10 ngày

    bám vào giá thể

    Ánh sáng là yếu tố vô cùng quan trọng ảnh hưởng đến sự sinh trưởng phát triển

    của cây trồng đặc biệt đối với những cây còn non. Nếu thiếu ánh sáng cây trồng không

    thể quang hợp như vậy cây trồng bị chết hoặc nếu sống thì cây trồng còi cọc không có

    khả năng kháng bệnh. Nếu thừa ánh sáng, do cây còn non lá vẫn chưa phát triển nên

    22

    khi tiếp xúc nhiều với ánh sáng sẽ làm cho lá cây bị héo và mất nước, ảnh hưởng đến

    sinh trưởng phát triển của cây con.

    Trong tháng đầu khi đưa cây từ trong ống nghiệm ra trồng: Kết quả thử nghiệm

    cho thấy công thức che sáng 50 % ánh sáng tự nhiên cho hiệu quả tốt hơn so với công

    thức che sáng 25%. Với công thức che sáng 50% số lá mới, chiều dài lá tăng cao hơn ở

    công thức che sáng 25%. Chiều dài rễ ở công thức che sáng 50% cao hơn hẳn công

    thức che sáng 25%; thời gian rễ bám vào giá thể là 5 -7 ngày ngắn hơn ở công thức che

    sáng 25% là 8 – 10 ngày. Tháng thứ hai và tháng thứ 3: Số lá mới hình thành ở công

    thức chiếu sáng 25 % là cao hơn hẳn, trong khi chiều dài lá lại thấp hơn ở công thức

    chiếu sáng 50%. Nguyên nhân có thể là do công thức chiếu sáng 50% làm cho lượng

    ánh sáng không đủ, lá cây vươn dài nhưng lá mỏng và chiều ngang hẹp; còn ở công

    thức che sáng 25% đủ ánh sáng cho cây quang hợp nên lá sinh trưởng tốt, cân đối.

    Ngược lại ở công thức che sáng 25% chiều dài rễ trung bình lại cao hơn.

    3.5. Quy trình nhân giống phong lan Phi điệp tím bằng công nghệ in vitro

    Tạo mẫu sạch

    (1)

    23

    --- Bài cũ hơn ---

  • 5 Điều Cần Nhớ Khi Chăm Sóc Lan Ngọc Điểm (Nghinh Xuân, Tai Châu)
  • Hoàn Thiện Quy Trình Nhân Giống Lan Kim Tuyến (Anoectochilus Setaceus Blume) Bằng Kỹ Thuật Nuôi Cấy Mô Tế Bào
  • Nhân Giống Invitro Lan Hoàng Thảo Kèn Dendobium Lituiflorum Lindl
  • Nhân Giống Cây Lan Đuôi Chồn (Rhynchostylis Retusa Blume) Bằng Kỹ Thuật Nuôi Cấy Mô
  • Phân Biệt Lan Ngọc Điểm Rừng Và Ngọc Điểm Thái
  • Bạn đang xem bài viết Qui Trình Nhân Giống Cây Phong Lan Phi Điệp trên website Inkndrinkmarkers.com. Hy vọng những thông tin mà chúng tôi đã chia sẻ là hữu ích với bạn. Nếu nội dung hay, ý nghĩa bạn hãy chia sẻ với bạn bè của mình và luôn theo dõi, ủng hộ chúng tôi để cập nhật những thông tin mới nhất. Chúc bạn một ngày tốt lành!

  • Web hay
  • Links hay
  • Push
  • Chủ đề top 10
  • Chủ đề top 20
  • Chủ đề top 30
  • Chủ đề top 40
  • Chủ đề top 50
  • Chủ đề top 60
  • Chủ đề top 70
  • Chủ đề top 80
  • Chủ đề top 90
  • Chủ đề top 100
  • Bài viết top 10
  • Bài viết top 20
  • Bài viết top 30
  • Bài viết top 40
  • Bài viết top 50
  • Bài viết top 60
  • Bài viết top 70
  • Bài viết top 80
  • Bài viết top 90
  • Bài viết top 100